尾静脉注射是动物实验中的一项关键技术，因其给药精准可靠，被广泛应用于药代动力学和全身性疾病模型（如肿瘤转移、感染）研究。然而，较高的操作门槛常让科研新手感到难以掌握。本文将系统拆解尾静脉注射的核心流程与实用技巧，涵盖从准备、固定、血管定位到注射及特殊情况的处理，助您掌握这项不可或缺的实验技能。

核心流程详解

1. 周密准备：成功的起点

• 基础器材：确保备齐1ml注射器（推荐使用4.5号针头）、75%酒精棉球和小鼠专用固定器（图1）。注射器吸入药液后，必须彻底排尽内部空气，这是防止空气栓塞导致小鼠急性死亡的关键步骤。

• 稳固固定（核心环节）：限制小鼠活动是操作成功的基石。强烈推荐使用小鼠固定器（图2）。其前端设计有气孔保证呼吸通畅，后端可拉出鼠尾进行注射。使用时需确保小鼠在固定器内活动空间极小，有效防止注射过程中的挣扎。

图1

图2

2. 精准定位与血管扩张：看清目标

• 认识目标血管：小鼠尾部静脉系统由三条主要静脉组成：一条位于背侧（较深且细），两条位于左右两侧（较浅表）。此外，腹侧有一条动脉（图3）。通常优先选择左右两侧的尾静脉进行注射，因其位置更浅、更易操作。

图3

让血管清晰可见： 小鼠尾静脉非常纤细，直接注射难度大。操作前可以采取以下方法扩张血管：

• 温水浸泡法：将鼠尾末端浸入45-50℃的温水中约2分钟，有效促进血管扩张。

• 酒精擦拭法：用酒精棉球反复、适当地用力擦拭目标血管区域（图4）。酒精既能扩张血管，又能软化尾部的表皮角质层，显著降低进针阻力。

图4

• 红外灯照射法： 使用红外线烤灯照射鼠尾3-5分钟，利用热能刺激使静脉充分充盈，尤其适用于血管不易观察的品系。

3. 注射操作：核心技巧与手感判断

• 起始进针点：左手拇指在上，食指在下，捏住小鼠尾巴末端1/3处，转动尾巴使一侧静脉血管显现，食指上提，拇指下压使尾巴弯曲，尾巴转折点在拇指上方，下针位置即在尾巴的转折点处（图5）。此处皮肤相对较薄，血管在扩张后相对清晰，且为后续可能的失败尝试留出了向近心端移动的空间。

图5

• 进针角度与手法： 针头与静脉尽量平行(10至15度)（图6），注射器针头斜口朝上慢慢扎入血管，一旦感觉针尖有轻微的“刺空感”(针头斜口约2/3 插入血管)后，针头略微往上挑将整个针头斜口全部进入血管，然后保持平行于血管走向再稍微推进少许，确保针尖完全进入血管腔。

图6

• 成功注射的关键标志：

￮ 回血现象：针头刺入静脉后，通常可在针管透明接口处观察到少量血液自然回流，这是判断针尖位于血管内的直接证据（需清晰观察）。

￮ 无阻力推注：推注药液时手感必须极其顺畅，几乎感觉不到阻力。这是判断针尖是否在血管内的核心手感。

￮ 血管内流动显影：在药液推入过程中，可清晰观察到血管由淡紫色转为不可见（图7）。

图7

￮ 拔针与有效止血：注射完成后，缓慢旋转针头将其退出血管。迅速用干燥棉球或纱布适度用力、持续按压注射点，直至确认完全止血（图8）。此步骤对保护血管完整性、减少淤血、为后续可能的注射创造条件至关重要。

图8

• 失败征兆与应对：

￮ 推注阻力巨大：手感明显阻塞，难以推动药液。——针头未进入血管

￮ 组织肿胀变白：药液未能进入血管而渗入皮下组织，导致局部皮肤变白、鼓起或形成皮丘。——针头未进入血管

￮ 拔针后大量渗出：针孔处有血液和/或药液持续渗出。——针头未进入血管或进入血管较浅

￮ 尾部淤血肿胀：操作失败后，尾部可能出现明显的暗紫色淤血区域及整体肿胀。——针头未进入血管/注射时可能由于多次操作损伤周围组织/药液刺激性过大

￮ 应对策略：一旦感知阻力或出现上述现象，立即停止推注，退针后，充分按压止血。随后选择更靠近尾根（近心端）的新位置重新尝试注射。

4. 不同品系小鼠的操作差异

• 裸鼠：裸鼠的静脉血管虽然呈扁平状且相对细小，但由于其无毛且皮肤近乎透明，血管的可见度是最高的，操作相对最为容易。按照前述标准流程操作即可。

• 白化小鼠（如ICR, BALB/c）：白鼠的血管在酒精充分擦拭后通常比较清晰可见，操作难度中等。注意扩张血管和进针技巧。

• 黑色/深色皮毛小鼠（如C57BL/6）：黑鼠的血管最难辨别，是操作的主要难点。必须更加依赖血管扩张技巧（强烈推荐红外灯照射与酒精擦拭结合使用），并需要更仔细地观察。此外，深色品系鼠尾皮肤有时更坚韧，进针需施加稍大力气，但务必避免刺入过深。

5. 特殊注射物的注意事项（细胞、病毒、细菌悬液）

尾静脉注射不仅用于给药，也广泛用于建立疾病模型，如通过注射肿瘤细胞建立转移模型、注射病毒载体进行基因操作或感染研究、注射细菌建立菌血症模型等。处理这类悬液时，除遵循前述通用技巧外，需特别注意以下关键点：

• 悬液均匀性与浓度：细胞、病毒或细菌悬液在吸入注射器前，必须充分混匀、确保悬液颜色均匀、无肉眼可见的团块或沉淀。这类悬液通常比普通药液更粘稠。

• 严格控制注射速度：推注速度不能过快，且需要匀速平稳推注！ 过快的注射速度（尤其是细胞悬液）极易导致急性肺栓塞、心血管休克甚至小鼠急性死亡。注射过程中需密切观察小鼠的呼吸、活动状态等生命体征。

• 术后保温与监护：注射大量细胞或病原体后，小鼠常出现体温下降、虚弱甚至休克。若出现此类情况时，注射后应立即将小鼠转移到恒温垫或暖台上，持续监护直至其完全恢复活动能力和正常体温。

• 严格的生物安全防护：操作此类物质时，务必全程佩戴手套、口罩及护目镜。强烈建议在生物安全柜内进行注射操作，最大程度防止悬液溅洒造成实验人员感染或环境污染。使用过的注射器、接触物及动物废弃物必须严格按照生物危害物处理规范进行处置。

6. SD大鼠的尾静脉注射要点

大鼠尾静脉注射的基本原理和操作步骤与小鼠类似，但需额外注意两点：

• 更强的固定需求：大鼠力量更大，挣扎更剧烈。必须使用专用大鼠固定器或采取非常稳固的徒手/辅助固定方式，确保其身体和尾部在注射过程中几乎无法移动。

• 更充分的血管暴露：大鼠尾部角质层通常更厚。需要更长时间（或更高温度）的温水浸泡或酒精更大力度地反复擦拭，以充分扩张和清晰显现尾静脉。

精进之道：理解、细节与练习

掌握尾静脉注射的精髓在于透彻理解尾静脉的解剖位置与特点，精准把握操作的核心细节（如进针点选择、平行进针、上挑角度、无阻力手感），并通过反复、规范的练习来培养稳定的操作手感和遇到问题时的判断力。

尾静脉注射虽具挑战性，但它是连接实验设计与科学发现的重要桥梁。熟练掌握此项技术，能极大提升实验效率和模型成功率。通过理解原理、关注细节、勤加练习并参考本文提供的图解指南，每一位科研工作者都能攻克这一技术难关。请务必保持耐心细致，科学探索之路亦在于此~